IX Международная студенческая электронная научная конференция
«Студенческий научный форум» - 2017
 
     

АРХИВ "Студенческий научный форум"

ДИАГНОСТИКА И ЛЕЧЕНИЕ СЛУЧНОЙ БОЛЕЗНИ ЛОШАДЕЙ
Цой В.И., Хусаинов Д.М.
Текст научной работы размещён без изображений и формул.
Полная версия научной работы доступна в формате PDF


ВВЕДЕНИЕ Трипаносомозы верблюдов и лошадей по данным ряда исследователей имеют широкое распространение в Казахстане, наносят значительный экономический ущерб, препятствуют развитию племенного дела в коневодстве [1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11].

Среди них важное место занимает трипаносомоз (случная болезнь). Несмотря на большие усилия научных и практических работников, результаты борьбы с трипаносомозом лошадей во многих случаях остаются неудовлетворительными [9, 12, 13, 14, 15, 16, 17].

Одной из главных причин такого положения является несовершенность методов диагностики болезни. Диагностика является основным звеном в цепи построения научно-обоснованного комплекса мероприятий по борьбе с трипаносомозом [9, 17]. Диагностика трипаносомозов животных трудоемкая работа. Иногда в природных условиях клинические признаки трипаносомоза у животных не проявляется, а предлагаемые серологические реакции при некоторых условиях не дают положительных результатов [14, 17].

Основание и исходные данные для разработки темы. Трипаносомозы – протозойные болезни животных и человека, протекающие остро или хронически, возбудителями которых являются представители рода Trypanosoma. Случная болезнь – хроническое контагиозное заболевание однокопытных, вызываемое Trypanosoma. equiperdum, характеризующееся поражением половых органов, нервной системы.

Диагностика трипаносомоза (случной болезни) лошадей является очень важным аспектом для нашей страны. Например, для продажи чистокровных животных за рубеж на первом месте стоит диагностика этой болезни.

Для диагностики трипаносомоза лошадей применяется реакция связывания комплемента (РСК), реакция непрямой гемагглютинации (РНГА), реакция непрямой иммунофлуоресценции (РНИФ), реакция агглютинации (РА) и иммуноферментный анализ (ИФА) [9, 17, 18, 19]. Следует отметить, что эти реакции трудновыполнимы в практических условиях, требуют специального технического оснащения и дорогостоящих реактивов.

По данным Кодекса международного эпизоотологического бюро (МЭБ) во всем мире для диагностики трипаносомоза лошадей применяют реакцию связывания комплемента, а в качестве специального теста применяют методы иммунофлуоресценции и ИФА [20].

Наша страна является экспортером и импортером чистокровных лошадей, поэтому диагностика трипаносомоза приобретает особую значимость. Распространенность случной болезни лошадей в Казахстане с каждым годом растет. Причиной такого положения является завоз чистокровных лошадей из зарубежных стран, в частности, из России, без диагностических исследований.

Взятую в коневодческих хозяйствах кровь для серологических реакций от лошадей с явно выраженными клиническими признаками трипаносомоза (отеки половых органов; паралич губ, ушей, зада; керато-конъюнктивит, талерные бляшки, характерная депигментация) исследуют в РСК с использованием российского антигена, которого нет в достаточных количествах в республике, а в некоторых регионах вообще не имеется в арсенале ветеринарных специалистов. Положительно реагирующих на трипаносомоз (случную болезнь) лошадей согласно Ветеринарного законодательства направляют на убой, при этом хозяйству и частному лицу наносится огромный экономический ущерб, так как животные обычно бывают приобретены за значительное количество иностранной валюты.

Случная болезнь. Историческая справка. Случная болезнь (дурина) — протозойное заболевание, вызываемое Trypanosoma equiperdum Doflein F. (1901), хроническое контагиозное заболевание лошадей и ослов, вызываемое Trypanosoma equipcrdum и выражающееся вначале местным воспалением наружных половых органов, в дальнейшем поражениями кожи, а также явлениями параличей. Заражение происходит при случке больных животных со здоровыми. Дурина распространена как в странах Африки, Азии, Европы, так и в Северной и Южной Америке [1].

Т. equipеrdum морфологически нe отличается от Т. evansi. Подобно последнему виду она типична мономорфная и представлена тонкими трипомаститотами, имеющими свобоный жгутик. Размножение Т. equipcrdum происходит путем деления пополам.

В литературе об этой болезни впервые упоминает Аммон (1796-1799) наблюдавший ее на прусском конном заводе. В начале ХТХ веки случную болезнь часто смешивали с пузырчатой сыпью половых органов, но тогда уже знали, что она передается при случке. В середине прошлого века стали признавать инфекционный характер болезни. В 1853 г в Тулузе проведены опыты, с этой целью были покрыты кобылы больными жеребцами, в результате половина кобыл заразилась [2].

Во Францию она была занесена из Сирии и до 90- х годов ХIХ века имела там широкое распространение. До 30-х гт XX века случная болезнь появлялась на небольшой территории Франции, вследствие заноса ее из Алжира н Испании, ежегодно встречались случаи заболевания лишь в департаменте Нижних Пиренеев. После второй мировой войны случная болезнь в стране вновь распространилась [2].

Особое значение приобрели исследования, проведенные Evans в 1880 году, когда он установит, что возбудителями болезни верблюдов и лошадей (сурра) в Индии является тринаносомы (Trypanosoma evansi). Ему также удалось экспериментально воспроизвести суру путем инокуляции крови больного верблюда здоровому жеребенку. Одновременно Эванс высказал предположение о возможности передачи этого возбудителя кровососущими насекомыми [3].

Брюс в Южной Африке в 1894 году доказал, что нагана животных тоже вызывается трипаносомой - Trypanosoma brucei. Ему удалось выяснить и пути передачи возбудителя. Это открытие Брюса положило начало изучению эпизоотологии трипаносомозов у млекопитающих, таких как Trypanosoma Congolense (Brodin 1904) в Конго, Т. vivax (Ziemann, 1905). У крупного рогатого скота, овец и коз в Камеруне [4].

В 1895 году Ronget A. описал Т. equiperdum в качестве возбудителя случной болезни лошадей (дурина). Далее трипаносомы (T'rypanosoma gambiense) были найдены и у людей, больных сонной болезнью, вначале в Гамбии (Dutton J., 1902), затем в других местах Африки (Castellani.,1903), в том числе в Родезии (Stephene & fanthan. T.rhodesiense) в качестве отдельного вида от Trypanosoma gambiense [5].

В Германии болезнь была распространена широко, особенно в северных провинциях: в Силезии, Познани, Ганновере. В Венгрии впервые болезнь отменена в 1819 году в Мезоогеше, а затем она констатирована Пильваксом в конном заводе Бальбоваер (1853). В Кроации случная болезнь в конце 1901 года широко распространилась в 9-ти пунктах трех округов и где до конца года пало 26 лошадей [2].

В Болгарию случная болезнь занесена с французскими жеребцами в течение нескольких лет. В 1916 году отмечены отдельные спорадические случаи, лишь на румынской границе. Однако после второй мировой войны она вновь приняла широкое распространение [2].

В Америке первые заболевания случной болезнью зарегистрированы в 1882 - 1884 годах, куда она была занесена с французским жеребцом-першероном. В последующем болезнь многократно диагностирована в различных штатах, особенно в Южной Дакоте, где в 1903 году при исследовании лошадей было выявлено 511 больных и 277 подозрительных, а 1889 жеребцов пришлось кастрировать [2].

В Россию случная болезнь занесена из-за границы, вероятно с персидскими жеребцами. По официальным данным, она впервые зарегистрирована в 1836 году. По данным Якимова в 1843 году была распространена в южно-русских губерниях, в 1894 - 1897 годах в северо-западных и юго-западных губерниях и на Северном Кавказе, С 1896 по 1903 гг наблюдалось значительное распространение болезни, на юго-востоке европейской части России, в Оренбургской и Уральской областях. По Казанскому с 1843 по 1912 гг болезнь приняла широкое распространение, особенно после первой империалистической войны и интервенции. Случная болезнь была установлена в центральных областях - Рязанской, Тамбовской областей, на Северном Кавказе, в Закавказье, в Западной Сибири н Хакасии, в Забайкалье, на Урале, в Казахстане, Киргизии н других местах [2].

Из патогенных видов трипаносом, в Республике Казахстан встречаются два вида паразита: Trypanosoma equiperdum - возбудитель случной болезни лошадей и T. ninaekohljakimovae (evansi) - возбудитель су-ауру животных.

В России, по официальным данным случная болезнь зарегистрирована впервые в 1836 году. Однако, имеются данные о том, что она встречалась и раньше. Так по сведениям В.И. Калугина (1989), А.И. Петров еще в 1827 году был командирован в Скопинский военно-конный завод (под Москвой) для изучения и «прекращения» случной болезни лошадей – «подседала» [6].

К. Khalili пишет, что случная болезнь была ликвидирована в большинстве стран к 1929 году. Однако, с 1929 года по 1962 год эту болезнь регистрировали в Алжире, Марокко, Южной Африке, Тунисе, Бразилии, Греции, Турции, Иране и в СССР. К сожалению, до сих пор случная болезнь лошадей не только регистрируется в Казахстане, но и наносит значительный экономический ущерб коневодческим хозяйствам и фермам [7].

По данным В.Л. Якимова возбудитель случной болезни лошадей – Trypanosoma equiperdum впервые был обнаружен в России в 1909 году немецкими исследователями Мейснером, Цвиком и Фишером. Позже в 1911 году А.В. Белицер (1913) обнаружил возбудителя в Рязанской губернии у лошади больной случной болезнью [8].

Согласно литературным данным, возбудители случной болезни лошадей во всех странах мира идентичны, но различные штаммы отличаются друг от друга по вирулентности и патогенности. В.Л. Якимов в 1914 г. на основании проведенных опытов доказал идентичность алжирского и русского штаммов Trypanosoma equiperdum. И.С. Авессаломов считает, что трипаносома в СССР менее патогенна, по сравнению с такими южными странами, как Алжир. К возбудителю случной болезни лошадей лабораторные животные (белые мыши, крысы, морские свинки и собаки) почти не восприимчивы [9, 10].

В бывшем СССР только отдельным исследователям удавалось заражение лабораторных животных и выделение местных штаммов возбудителя случной болезни однокопытных. Так, А.В. Белицеру и А.А. Маркову в 1930 г. удалось заразить белых мышей, морских свинок и щенят только лишь в первых пассажах. При последующих пассажах в организме животных паразиты не развивались. Применяя различные способы заражения авторам всё же удалось провести на щенятах три пассажа; однако, большинство попыток заражения лабораторных животных не увенчалось успехом [11].

Впервые в России Н.Н. Полканов и И.А. Агаджанов в 1941 г. получили стойкое заражение семенников кроликов полевым штаммом возбудителя случной болезни по методу Сольдини. Они отмечают, что при последующих пассажах (даже на 21 пассаже) трипаносомы размножались только в тестикулах. Ими были предприняты попытки перенести полученный штамм паразита от кролика на другие виды лабораторных животных. При этом в организме зараженных белых мышей, морских свинок и белых крыс паразиты не развивались [12].

В дальнейшем интратестикулярное заражение кроликов удавалось К.Д. Баздыреву в Ставропольском крае, Ю.С. Коломийцу и Ф.М. Алексеенко– на Украине [13, 14].

После длительных пассажей в тестикулы кроликов, пишет К.П. Баздырев, ему удалось получить отечественный штамм трипаносом через 28 месяцев на 33 пассаже путем заражения лабораторных животных методом "слепого" перезаражения. Однако, в последующие периоды выделенный им штамм трипаносом был утерян [13, 14].

Анализируя литературные источники и учитывая отсутствие в нашей стране "местных" штаммов возбудителя случной болезни М.С. Сабаншиев пришел к заключению о том, что выделение полевых штаммов Trypanosoma equiperdum и изучение их биологических свойств в условиях Казахстана имеет не только научное, но и большое практическое значение [15].

Характеристика возбудителя. В природе известно значительное количество видов трипаносом, паразитирующих в крови различных видов животных. Однако, восприимчивость животных к разным видам возбудителей различная. Она зависит от:

- патогенности вида или штамма паразита,

- восприимчивости организма хозяина,

- местных эпизоотологических условий и другие

Hoare C. разделил трипаносом млекопитающих га две биологические группы [16]:

1. Группа Stericoraria - трипаносомы этой группы развиваются только в задней часта пищеварительного тракта переносчика. Возбудитель выводится из организма переносчика вместе с фекалиями или продуктами экскреции. Попав на поверхность тела хозяина тем или иным путем, проникает через его покровы. Передача возбудителя может происходить путем контаминации. Группы стерикорария за некоторыми исключениями непатогенные и серьезного экономического вреда домашним животным не причиняют.

2. Грутша Salivaria - трипаносомы относящиеся к этой гpyппе в зависимости от вида развиваются в хоботке или слюнных железах и к средней киппке переносчика, который вводит возбудителя в организм хозяина со слюной во время питания. Представители этой группы обычно патогенны для животных и человека, наносят огромный экономический и социальный ущерб.

Морфология возбудителя. По морфологическим особенностям Т. Equiperdum относится к трипанозомам типа нагана – сура (Nagana-Surri).

По описанию Белицера, Якимова и Коль - Якимовой размеры трипаносом, найденных в России - 22,19-29,0 х 1,42-2,13 мк. [8, 9]:

Паразит имеет удлиненное веретенообразное тело с двумя ядрами, жгутик и мембрану. Задний конец тела округлен.

Блефаробласт расположен вблизи края заднего конца тела. В центре его иногда можно видеть центриолу. Вокруг блефаропласта имеется светлая зона, от которой отходит начало жгутика, Or заднего конца зела идет волнообразная перепонка со жгутиком, который свободно оканчивается. Свободная часть жгутика — 4,26 - 8,25. Ядро находится в 5,68 - 8,81 от заднего конца; оно овальной формы, длиной 2,84, состоит из ясно видимых зерен хроматина.

Протоплазма красится в голубой или сине-фиолетовый цвет, жгутик в красно-фиолетовый. Иногда в протоплазме находятся темно - окрашенные гранулы, большей или меньшей величины.

На искусственных питательных средах Т.Equiperdium не растет. В литературе указывается, что она размножается простым делением на две дочерние клетки.

   

Рис. 1. Trypanosoma equiperdum в крови.

Рис. 2. Строение трипаносомы:

1 - ядро, 2 - жгутик,

3 - ундулирующая мембрана,

4 - кинетопласт.

Размножение. Анализ литературы показывает, что размножение трипаносом происходит двояким путем: половым и бесполым по типу простого и множественного деления.

Половое размножение происходит в организме животного. Оно описано по Penso для Trypanosoma gambiense — возбудитель сонной болезни человека. При сонной болезни трипаносомы размножаются первоначально простым делением. Затем часть трипаносом переходит в критидиальную форму (стадию) и размножаются так же. Из критидиальной формы формируется лептомонадная форма, в которой паразит размножается множественным делением. Лептомонадная форма переходит в лейшманиальную, на этой стадии трипаносома также способна размножаться делением. Однако бывает и так, когда трипаносомы при полной подвижности и сохранности внешнего вида теряют способность к размножению.

При развитии трипаносом в лейшманиальной стадии вновь образуется мембрана и жгутики, в результате чего получается паразиты - головастики, и из них развиваются типичные трипаносомы. Кроме этого в организме животного образуются половые формы трипаносом. Женская особь имеет более тонкое рыхлое тело и более плотное ядро, мужская - широкое тело н более рыхлое ядро. Половые клетки сливаются и в дальнейшем дают две эндоглобулярные формы трипаносом. Из последних форм путем развития вновь образуются типичные формы паразитов. Деление тела происходит с переднего конца. Если продольное деление тела полностью еще не закончилось, трипаносома кажется состоящей из двух особей, соединенных своими задними концами. Однако процесс деления невсегда начинается с блефаропласта. При простом делении, происъходящем многократно, трипаносома может давать начало сразу 24 особям.

Патогенез. Попадая в организм животных при укусе их кровососущими насекомыми или при случке больных со здоровыми (дурина) трипаносомы из места внедрения после размножения проникают в кровь, лимфатические сосуды, где продолжается их продольное деление. Спустя несколько дней паразиты выходят в кровеносное русло и распространяются метастатическим путем по всем органам и тканям, проникают в сосуды всех паренхиматозных органов и вызывают воспалительные и дистрофические изменения. Такие изменения органов вызываются в основном веществами, выделяемыми трипаносомами - трипанотоксинами и продуктами обмена.

Ф. Брандт (1939) наблюдал при трипаносомозе снижение уровня сахара в крови и пониженную способность превращения сахара в гликоген [2].

По мере размножения трипаносом, организм начинает вырабатывать антитела, которые разрушают трипаносомы. Освобождающиеся эндо- и экзотоксины вызывают лихорадочное состояние у больного животного. Таким образом, кровь на некоторое время освобождается от возбудителя. Однако, часть трипаносом сохраняется во внутренних органах и приобретает устойчивость к трипанолизинам. В последующем, оставшиеся трипаносомы размножаются и вновь попадают в кровеносное русло,

Периодическое появление трипаносом в крови и выделение зндотоксинов после их разрушения, вызывает лизис эритроцитов и повреждение стенок кровеносных сосудов

Почти у каждого животного, вскоре после заражения, начинается острая форма течения болезни. Возбудитель появляется в крови после инкубационного периода, длящегося 8-10 дней при T.vivax, 3-4 дней при Т. brucei и 12-16 дней при Т. Congolense [2].

Клинические признаки. Клинические признаки случной болезни лошадей также разнообразны. В.Л. Якимов [2] пишет, что болезнь развивается последовательно и делится на три периода:

Вначале у жеребцов появляются отёки препуция, мошонки и полового члена. У кобыл отеки в области вульвы и вымени. По Цвику, на препуции и мошонке наблюдается депигментация кожи в виде округлой формы.

Во втором периоде болезни, в разных частях тела появляются кожные бляшки в виде округлой или овальной формы, которые могут очень быстро исчезнуть или продержаться без изменений в течение 5 - 8 суток.

В третьем периоде возможен паралич поясничного или лицевого нерва, шаткая походка при движении, приседание на задние конечности (подседал). При поражении лицевого нерва наступает деформация носа, губ, век и ушей. Лимфатические узлы увеличены, часто наблюдается слепота. Количество эритроцитов уменьшается на 1/10 часть, а количество лейкоцитов увеличивается в 10 – 30 раз. Температура тела часто поднимается по вечерам до 39ºС.

Аналогичные клинические симптомы случной болезни лошадей подробно описал И.С. Авессаломов [99, с. 18]. Он обнаружил, что из 124 больных случной болезнью лошадей у 27,3% животных пониженное количество эритроцитов, у 15,7% лимфоцитоз. И.И. Казанский также отмечает при этой болезни резкое снижение количества эритроцитов и гемоглобина, ускорение РОЭ, лейкоцитоз и лимфоцитоз [17]. R.A. Ocholi с соавторами сообщают, что при одновременном течении трипаносомоза (T. simmiae), бабезиоза (B. trautmani) и гельминтозов у свиней отмечалась высокая температура, паралич задних ног, кровотечение и через 2 – 4 дня наступала гибель животных до 65,6% от числа заболевших. Авторы предполагают, что определенную роль в патогенезе заболевания имело смешанное течение болезни [18].

Патологоанатомические и патоморфологические изменения при случной болезни в литературе освещены слабо. В частности, В.Л. Якимов пишет, что для случной болезни лошадей характерны поражения спинного мозга и лимфатических узлов, а также полиневрит. По И.С. Авессаломову павшие животные от случной болезни истощены, увеличены лимфоузлы, атрофированы мышцы задних конечностей, иногда отечны наружные половые органы с депигментированными участками. Паренхиматозные органы - печень, почки, селезенка без изменений. Мышцы сердца дряблые и слегка утолщены. Нервные стволы спинного мозга, особенно, поясничной области, пропитаны серозным выпотом. Гистологическими исследованиями установлены дегенеративные изменения в сердечных мышцах, печени, почках, селезенке и в головном мозгу, а также в лимфатических узлах - участки очаговых некрозов [2].

Аналогичные изменения отмечали В.Г. Меньшиков, Сейд Махамед Ахмед (1990). Кроме того, они находили при случной болезни дистрофические изменения в почках, печени, селезенке, а также в легких [19]. Поражение репродуктивных органов у овец и коз при экспериментальном трипаносомозе (Тrураnosoma vivax) установили Т.Т. Jsoun и V.O. Anosa. Они наблюдали дегенерацию и обызвествление, а иногда некроз и атрофию семенников [20].

С.А. Аманжулов, В.Л. Якимов и другие отмечают о возможности получения приплода от больных случной болезнью лошадей. В частности, в опытах С.А. Аманжулова от 40 больных кобыл, леченных наганином, было получено 35 жеребят. По наблюдению И.И. Казанского выход жеребят от 194 больных кобыл, леченных наганином, составил 53 – 68%. В этой связи наиболее актуальным является изучение патологоанатомических и патоморфологических изменений репродуктивных органов при случной болезни лошадей, что имеет большое практическое значение для определения воспроизводительной функции организма животных [2, 17, 21, 23].

При диагностике случной болезни лошадей важно учесть, что основными клиническими признаками болезни являются отеки наружных половых органов, кожные бляшки, исхудание и параличи [24]. Проявления клинических признаков случной болезни также зависят от возраста, породы, упитанности животных и длительности инвазии. Могут быть случаи болезни со стертой клиникой или отсутствием её [25]. И.И. Казанский (1947) пишет, что у 18 - 23% табунных лошадей болезнь протекает бессимптомно [17]. По данным И.С. Авессаломова (1955) у табунных лошадей болезнь тянется годами, протекая в хронической форме и трех периодов инвазии, он не наблюдал. Он отметил, что наиболее частыми симптомами является истощение, депигментация кожи мочеполовых органов, частое мочеиспускание, парезы и параличи мышц поясничной области и лицевого нерва. Температура тела у больных животных может быть нормальной, хотя у некоторых возможна ремитирующая лихорадка [10]. Н.А. Колабский с соавторами замечает, что в северных регионах случная болезнь протекает своеобразно. Они отмечали у больных животных понижение аппетита, истощение, бледность всех слизистых оболочек с кровоизлияниями на них. Отек наружных половых органов, депигментация кожи и бляшек ими не были установлены [26]. И, наоборот, в южных областях (регионах) случная болезнь имеет более острое течение, и животные гибнут через 1 – 2 месяца при выраженных клинических признаках. По И.С. Авессаломову у породистых лошадей клинические признаки болезни проявляются более отчетливо [10]. Н.Н. Полканов, М.А. Агаджадов наблюдали так называемую "катаральную форму" случной болезни, характеризующуюся наряду с воспалением слизистой половых органов, катаральным состоянием верхних дыхательных путей [27]. Подобную картину наблюдали А.А. Марков и И.И. Казанский [28].

Диагностика случной болезни. В настоящее время при трипаносомозах животных используют комплексный метод диагностики, предусматривающий эпизоотологические данные, обследование животных - клинический, микроскопический, серологический методы и постановкой биопробы на лабораторных животных.

При эпизоотологических обследованиях учитывается наличие в той или иной зоне возбудителей трипаносомозов», их биологических н механических переносчиков.

Симптомкомплекс имеет большое значение для диагностики заболевания трипаносомозов. Наиболее характерными являются: повышение температуры тела, анемия, отёк конечностей; истощение, увеличение лимфатических узлов (у верблюдов), парезы и параличи.

Однако, клиническое проявление трипаносомозов у разных видов животных выражено в различной степени, в зависимости oт возраста, упитанности, длительности инвазии, патогенности самого возбудителя н других факторов. Болезнь может также протекать со стертой картиной, что было при су-ауру лошадей (И.И. Казанский, 1934, И.В. Абрамов, 1940) [29, 30].

Важное диагностическое значение имеет метод мигкроскопического исследования крови и пунктатов из органов, основанный па обнаружении паразитов в живом состоянии в раздавленной капле крови или в окрашенном мазке по Романовскому — Гимза (тонкие, толстые мазки). Наличие хотя бы одной трипаносомы, в этих материалах позволяет поставить диагноз на трипаносомоз. Этот метод становится эффективным только в случае, когда в периферической крови находятся трипаносомы. Отсутствие трипаносом в указанных препаратах не исключает заболевания, так как трипаносомы могут временно исчезать из периферической крови. Это обстоятельство особенно важно учитывать при установлении первоначальных случаев заболевания, в начале болезни, у носителей и при латентной стадии трипаносомозов,

Имеются сообщения о значении псследовашга глазной жидкости в диагностике суры (Т. Evansi), что было доказано у больных собак и ослов [3].

Однако, но данным многих исследователей (Bennett and Keny, 1928; Марков, 1923; Арбузов, 1940 и др.), все эти методы являются неспецифическими при диагностике заболевания [31, 32, 33].

При серологических методах исследований, при трипаносомозах примешается реакция связывания комплемента (РСК), агглютинации (РА), реакция капиллярной агглютинации (PКA), методы флуоресцирующих антитсл (РФА), ELISA и другие.

Разновидностью РСК является РДСК, обе названные реакции основаны на проявление специфической взаимодействии антигена с антителами.

РСК при суре и случной болезни лошадей была применена сравнительно давно (В.Л. Якимов, 1908; Reynolds et al„ 1930; Minnet, 1946; Ray, 1948-1949; Ray and Bhaskaran, 1953). В дальнейшем ее ценность в диагностике была подтверждена работами многих авторов [2, 32, 33].

Ray (1950) и M.A. Лавреньтев (1952) сообщили, что РСК менее чувствительная, так как она улавливает антитела, за 3-4 и более недели после заражения [34, 35].

В странах СНГ н других странах РСК (РСДК) применяется как один из узаконенных методов диагностики случной болезни.

Возможность применения реакции агглютинации (РА) при су-ауру была проведена ИИ.Казанским (1933), Е.М. Рафаловичем (1948) и ими были получены положительные результаты. Однако, Grey (1962) при Т. brucei, Gill (1965, 1971) при T.evansi, наблюдали изменчивость агглютинирующих антител, связанную со структурными изменениями трипаносом, что и свою очередь затрудняет точную диагностику [30, 35].

Диагностическую ценность метода флуоресцирующих антител (РФА) при протозойных заболеваниях установили многие исследователи. Goldman М. (1957) при токсоплазмозе, S.F. Кurin, J.E. Tobie, С.В. Evens и другие (1962), при малярии у людей, М. Rislic, F.Wiiite (1957) при анаплазмозе больных животных [36].

В. Weil (1963) провел работу на разных штаммах Т. brucei и Т. vivax с использованием методики РФА. Он наблюдал у обоих видов трипаносом специфическую флуоресцирующую реакцию.

Gill (1963) описал положительную РФА с иммунной сыворотки кроликов [37].

В последние годы появилось довольно много сообщений об использовании иммуноферментного анализа (ИФА) для диагностики паразитарных болезней. ИФА является высокочувствительным и специфичным методом количественного определения биологических веществ, основанным на способности полистирола физически адсорбировать на своей поверхности различные биополимеры, в том числе антигены и антитела. А.Я. Лысенко с соавторами считают, что сорбированный полимер при этом сохраняет исходные биологические свойства. В настоящее время ИФА должен заменить такие серологические тесты как РСК, РНГА, РИФ, РИМ. Высокая чувствительность, специфичность и простота постановки реакции, возможность автоматизировать все этапы позволяют в короткие сроки провести массовые обследования животных в целях определения распространенности болезни и иммунологического статуса животных [37, 38, 39, 40, 41, 42].

Современные методы количественного ИФА подразделяют на 2 группы, принципиально отличающиеся по способу разделения связавшегося или несвязавшегося с антигенами (антигеном) ферментного конъюгата [43, 44, 45, 46].

Первая группа объединена под названием «Enzyme multipleed immunoassay technigue» (EMIT) - «гомогенный ИФА» - в основе лежит процесс ингибирования ферментной активности конъюгата при взаимодействии с растворимыми антителами. Анализ в этом случае происходит без участия твердой фазы. В качестве маркеров – лизоцим, глюкоза-6-фосфатдегидрогеназа, малатдегидрогеназа. Этот метод применяется для определения содержания и контроля лекарственных препаратов в организме, для выявления гаптенов и низкомолекулярных пептидов. Различные модификации гомогенного ИФА базируются на реакции конкурентного взаимодействия меченого и немеченого гаптена с активными центрами антител. Отсутствие стадии разделения свободного и связанного гаптена позволяет сократить время анализа до 2 – 20 мин [47]. Чувствительность достаточно высока и лежит в диапазоне 10-12 – 10-15 мол/л. К недостаткам EMIT – анализа относится нестабильность маркеров, так как присутствие в образцах эндогенных примесей (свободный фермент, ингибиторы и т.д.) сильно влияют на ход реакции [47, 48].

Вторая группа, получившая название «твердофазный ИФА» и «гетерогенный ИФА», а за рубежом ELISA – тест (Enzyme linked immunosorbent assay) – в основе его лежит разделение компонентов реакции с использованием антител (антигенов), иммобилизированных на нерастворимых носителях. Он разработан тремя группами авторов: Schuurs, Van Weeman (Нидерланды), Engvall, Perlmann (Швеция) и Avrameas, Gilbert (Франция) [48, 49, 50, 51].

2.9 Мероприятия по предупреждению случной болезни

В целях профилактики случной болезни необходимо:

- комплектовать коневодческие хозяйства лошадьми из благополучных по заболеванию хозяйств;

- не допускать к случке племенных жеребцов с кобылами, не прове­ренными на случную болезнь в РСК;

- перед случкой животных подвергать клиническому и серологическому обследованиям дважды с интервалом 30 дней;

- для получения спермы за каждым жеребцом закреплять отдельную вагину. Ректальное исследование кобыл проводть в перчатках разового применения.

- животных, вновь поступивших из других хозяйств, содержать изоли­рованно не менее 30 дней, подвергать тщательному клиническому осмотру, микроскопическому и серологическому исследованиям;

- в случае выявления среди завезенных животных больных, положитель­но реагирующих в РСК, их убивать.

- на случных пунктах обслуживающий персонал при искусственном осеменении животных должен использовать одноразовые полиэтиленовые перчатки

- инструменты, применяемые для отбора материала, дезинфицировать путем кипячения в течение 20-25 мин.

В случае обнаружения заболевания довести информацию до сведения ветеринарного надзора на местах для принятия соответствующих мер в целях своевременной профилактики и при необходимости провести лечение данного заболевания.

2.10 Лечение случной болезни

Больных и подозрительных по заболеванию лошадей подвергают лечению под руководством ветеринарного врача.

Животным вводят внутривенно наганин в дозе 0,01—0,015 г на 1 кг их веса в 10%-ном разведении на физиологическом растворе. Повторно препарат вводят в той же дозе через 20 дней. Перед введением наганина и после его введения лошадям необходима усиленная проводка, в противном случае могут быть осложнения.

Лучшие результаты дает комбинированное лечение наганином в сочетании с новарсенолом или сурьмином по схеме: 1-й день— наганин в дозе 0,01—0,015 г на 1 кг живого веса; 4-й день — новарсенол в дозе 0,005 г на 1 кг живого веса; 7-й день — новарсенол в той же дозе; 10-й день — наганин 0,01—0,015 г; 13-й день — новарсенол 0,005 г; 16-й день — наганин 0,01 — 0,015 г.

В хронических случаях лечение проводят по схеме: 1-й день — сурьмин в дозе 0,005 г на 1 кг живого веса; 2-й день — наганин в дозе 0,01—0,015 г; 9-й день — сурьмин в той же дозе, что и в 1-й день; 10-й день — наганин в той же дозе; 12-й день — сурьмин; 13-й день — наганин.

Можно также успешно лечить больных фуадином в комбинации с наганином. Фуадин в дозе 0,1 мл на 1 кг веса животного разводят равным объемом физиологического раствора, добавляют наганин в дозе 0,01 г на 1 кг веса, вводят внутривенно. Курс лечения 7 дней, препараты вводят в 1-й, 4-й и 7-й дни лечения. Перед введением препаратов обязательно применяют сердечные средства — камфарное масло или кофеин и др.

Материал и методы исследований

Работа выполнялась в отделе паразитологии научно-производственного предприятия (НПП) «Антиген», коневодческих хозяйствах Алматинской области.

В работе использованы общепринятые клинические и паразитологические методы исследований. При решении поставленных на разрешение вопросов учитывались природно-климатические особенности, условия ведения коневодства в хозяйстве, породные качества исследуемых лошадей и другие факторы.

В табунах животных подвергали клиническому обследованию с акцентированием внимания на частоту пульса и дыхания, температурную реакцию, характер окрашивания видимых слизистых оболочек, наличие отеков, паралича лицевого нерва, отвисание уха, керато-конъюнктивит, талерные бляшки.

Диагноз подтверждали микроскопическими исследованиями. Материалом для микроскопического исследования служили соскобы со слизистой оболочки вагины (кобылы) и мочеиспускательного канала (жеребца), а также экссудативные выделения из отеков и бляшек.

Соскобы из различных мест слизистой оболочки уретры брали с помощью уретральной ложки. Для этого жеребца фиксировали и вводили внутримышечно в области крупа рометар в дозе 7,5 см3 на 100 кг массы тела. Через 7-10 мин вводили уретральную ложку на глубину 5-6 см и делали 3-4 возвратно-поступательных движения по стенке уретры. После чего уретральную ложку осторожно извлекали, опускали материал в пробирку физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали резиновой пробкой.

Соскобы со стенок влагалища брали уретральной ложкой через влагалищное зеркало. Материал осторожно опускали в пробирку с 2 см3 физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали пробкой.

Экссудат из надрезов отеков и бляшек собирали шприцем, переносили в пробирку и закрывали пробкой.

Материал должен содержать некоторое количество крови. Экссудативные выделения из отеков и бляшек брали путем проколов кожи полой иглой или при помощи неглубоких надрезов кожи скальпелем.

Для серологического исследования использовали нативную или консервированную сухой борной кислотой (2-4% к объему). Отрицательный результат микроскопического исследования не может опровергнуть положительных результатов по РСК и клинического исследования.

Пробирки с соскобами и экссудатом помещали в термостат при 37 °С на 15-20 мин. Затем брали 3-4 капли из разных слоев содержимого пробирки и просматривали в темном поле микроскопа. При микроскопии обнаруживали живых трипаносом по колебанию ундулирурщей мембраны.

Из доставленных соскобов, экссудата каждого органа делали по 2 тонких мазка и высушивали на воздухе (рисунок 3).

Рисунок 3. Приготовление краски для мазков

Мазки соскобов и экссудата фиксировали этиловым ректификованным спиртом массовой долей 96 % в течение 20-25 мин, окрашивали по Романовскому 30-50 мин (краску Гимза используют в разведеиии 1:20), промывали дистиллированной или водопроводной водой рН 7,0-7,2 до исчезновения следов краски на фильтровальной бумаге, высушивали и исследовали под иммерсионной системой микроскопа (рисунок 4).

Рисунок 4. Обработка мазков крови.

Рисунок 5. Окраска мазков крови.

При микроскопии возбудитель су-ауру имеет веретенообразную форму, заостренную с переднего и слегка округленную с заднего конца. Цитоплазма трипаносом окрашивается в синевато-фиолетовый цвет, ядро - в красный, кинетопласт и жгутик - в розовый (интенсивность окрашивания зависит от времени окраски, качества краски).

Примечание. Лошади, больные су-ауру, дают положительные результаты по РСК на случную болезнь. Для дифференциальной диагностики пользуются: исследованием периферической крови (из уха) и прививкой крови белым мышам. При су-ауру трипанозомы в периферической крови обнаруживаются легко, белые мыши заражаются и возможна перепрививка от одного вида лабораторных животных другому. Возбудитель случной болезни в периферической крови лошадей и ослов не обнаруживается, материалом от больных белые мыши заражаются в виде исключения, перепрививка другим белым мышам обычно невозможна.

Просмотр мазков проводили по линии Меандра в 200 п.з. микроскопа, определяли среднюю зараженность животных в процентах.

Подбор лабораторных и сельскохозяйственных животных для проведения экспериментов проводился по общепринятой методике, в основе которой лежат требования методик биологического эксперимента. Затем формировали опытные и контрольные группы по принципу аналогов, т.е. по породности, возрасту, весу, упитанности, интенсивности роста и продуктивности. Подопытных и контрольных животных во все периоды содержали в одинаковых условиях ухода, кормления, водопоя, содержания.

Лабораторных животных (кроликов) заражали интратестикулярно биологическим материалом, содержащим живых трипаносом, в дозе 10 см3 в каждый тестикул. Начиная с 3-его дня после заражения за животными вели клинический контроль, учитывая состояние животного, а также микроскопический контроль за появлением и нарастанием паразитемии, исследуя интратестикулярную жидкость.

Материалом для получения трипаносомного антигена служил тестикулярный экссудат кроликов. Далее полученный штамм поддерживали на белых крысах и морских свинках с перезаражением 2 раза в месяц. Затем заражали собак путем внутрибрюшинного введения в среднюю треть живота вблизи белой линии живота, вводя 40 – 50 см3 цитратной крови (сборной крови от 4 – 5 крыс), в зависимости от размеров собаки.

На 2 - 3 день заражения у собак в периферической крови появляются трипаносомы, количество которых периодически нарастает или уменьшается. Собак обескровливали в момент первого накопления трипаносом, кровь собирали в широкий сосуд с 2 %-ным цитратом натрия на физиологическом растворе при постоянном помешивании стеклянной палочкой, из расчета 1 часть крови и 2 части раствора.

Рисунок 6. Подготовка цилиндра для взятия крови.

Центрифугирование производили в предварительно прокипяченных стаканчиках емкостью 80 – 100 мл в течение 15 – 20 минут при 3000 об/мин. В результате центрифугирования в стаканчике образуется три слоя: верхний – прозрачный, желтоватый, состоящий из плазмы и цитрата; нижний – форменные элементы крови, а на границе между ними – средний, в виде толстой рыхлой массы белого цвета, состоящий из трипаносом (рисунок 6).

Верхний слой сливали в банку, а трипаносомозную массу вынимали при помощи стеклянной палочки или шпателя и переносили в отдельную стерильную посуду. Всю собранную трипаносомную массу отмывали трехкратно в физиологическом растворе по 10 минут при 5000 об/мин.

Исследования по уточнению эпизоотической ситуации по случной болезни

Распространенность среди лошадей Алматинской области случной болезни изучали клиническими и микроскопическими исследованиями в следующих коневодческих фермах:

х-во «Р-Курты» станция «Узын-Агаш» Жамбылского района – 151 лошадей;

село «Бесмойнак» Жамбылского района – 67 лошадей;

х-во «Акшалов» село «Узын-Агаш» Жамбылского района – 40 лошадей;

х-во «Тлеубек» село «Нура» Талгарского района – 32 лошади.

х-во «Оспанов» селол «Кабанбай» Алакольский район – 146 лошадей.

Итого 436 лошадей

В табунах животных подвергали клиническому обследованию с акцентированием внимания на частоту пульса и дыхания, температурную реакцию, характер окрашивания видимых слизистых оболочек, наличие отеков, паралича лицевого нерва, отвисание уха, керато-конъюнктивит, талерные бляшки (рисунки 8, 9, 10, 11, 12).

Рисунок 8. Взятие крови в х-ве «Р-Курты»

Рисунок 9. Истечение из половых органов при случной болезни

Рисунок 10. Отек подгрудка при случной болезни

Рисунок 11. Керато-конъюнктивит при случной болезни

Рисунок 12. Параличи при случной болезни

Диагноз подтверждали микроскопическими и серологическими исследованиями. Материалом для микроскопического исследования служили соскобы со слизистой оболочки вагины (кобылы) и мочеиспускательного канала (жеребца), а также экссудативные выделения из отеков и бляшек. Соскобы брали уретральной ложкой (жеребцы) или при помощи шпателя и предметного стекла (кобылы).

Всего просмотрено 51 мазок из соскобов половых органов лошадей.

Результаты проведенных исследований показали определенную зараженность животных простейшими – трипаносомами вида Trypanosoma equiperdum из класса Zoomastigophora.

Так из 151 лошадей х-во «Р-Курты» было выявлено было выявлено 10 лошадей подозреваемых по случной болезни, из них у 8 диагноз подтвердили (5,29 %); из 67 лошадей х-во «Бесмойнак» была выявлена 1 лошадь (1,49%), подозреваемая по случной болезни, диагноз подтвердили; из 40 лошадей хозяйства «Акшалов» одна была подозреваема (2,5 %), у которой диагноз подтвердился; из 32 лошадей хозяйства «Тлеубек» 5 подозреваемых, у 3 диагноз подтвердился (9,37%), в хозяйстве «Оспанов» больных лошадей не было.

Итого больных 13 лошадей.

На рисунке 13 представлены результаты исследований лошадей на случную болезнь.

Рисунок 13. Распространенность случной болезни (трипаносомоза) у лошадей

Таким образом, из результатов клинических, микроскопических и серологических исследований лошадей, проведенных в некоторых хозяйствах Алматинской области, видно, что отмечается зараженность трипаносомами вида Trypanosoma. equiperdum из класса Zoomastigophora. Поэтому необходим постоянный мониторинг эпизоотической обстановки по случной болезни лошадей.

Лечение больных лошадей. За время прохождения практики мною было исследовано 436 лошадей, проведено лечение 10 больных лошадей.

Животным вводили внутривенно азидин в дозе 0,01—0,015 г на 1 кг их веса в 10%-ном разведении на физиологическом растворе. Повторно препарат вводили в той же дозе через 20 дней. Перед введением азидина и после его введения лошадям необходима усиленная проводка, в противном случае могут быть осложнения. Все лошади выздоровели

Рисунок 14. Азидин

Три лошади, которым лечение своевременно не было проведено, были вынужденно забиты (Таблица 2).

Таблица 2 - Результаты лечения лошадей азидином при случной болезни

№№

Группы лошадей

Количество лошадей

Лечение

Исход лечения

1

Опытная

10

Азидин

Выздоровели

2

Контрольная

3

нет

Забой

Таким образом, нами была выявлена высокая эффективность наганина.

Выделение паразитсодержащего материала, адаптация полевых штаммов Тrypanosoma equiperdum к лабораторной модели

Изучение эпизоотической обстановки по случной болезни показало определенную зараженность лошадей и потребность усовершенствования их диагностики.

Первым этапом приготовления тест-системы является выделение возбудителя случной болезни, поддержание его на небольшом количестве животных, увеличение паразитарной массы у экспериментально зараженных специфических для данного паразита животных или на лабораторных животных. Далее – выделение штамма возбудителя и приготовление антигенов из паразитарной массы.

Паразитсодержащий материал возбудителя случной болезни получали от спонтанно зараженных животных в период эпизоотического обследования коневодческих хозяйств.

Биологический материал получали из соскобов со слизистой оболочки вагины (кобылы) и мочеиспускательного канала (жеребца), а также экссудативные выделения из отеков и бляшек.

Соскобы из различных мест слизистой оболочки уретры брали с помощью уретральной ложки. Для этого жеребца фиксировали и вводили внутримышечно в области крупа рометар в дозе 7,5 см3 на 100 кг массы тела. Через 7-10 мин вводили уретральную ложку на глубину 5-6 см и делали 3-4 возвратно-поступательных движения по стенке уретры. После чего уретральную ложку осторожно извлекали, опускали материал в пробирку физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали резиновой пробкой.

Соскобы со стенок влагалища брали уретральной ложкой через влагалищное зеркало. Материал осторожно опускали в пробирку с 2 см3 физиологического раствора рН 7,0-7,2 и закрывали пробкой.

Экссудат из надрезов отеков и бляшек собирали шприцем, переносили в пробирку и закрывали пробкой. Материал должен содержать некоторое количество крови. Экссудативные выделения из отеков и бляшек брали путем проколов кожи полой иглой или при помощи неглубоких надрезов кожи скальпелем. Полученный материал вводили кроликам интратестикулярно.

За отчетный период нами проведено заражение 51 кролика паразитосодержащим материалом возбудителя трипаносомоза лошадей (случная болезнь) - Trypanosoma equiperdum от спонтанно зараженных лошадей. Предварительный клинический диагноз подтвержден микроскопически. Пораженность при исследовании мазка составила до 7-10 паразитов в 1 п.з. микроскопа. От каждой из 17 спонтанно пораженных лошадей был взят паразитсодержащий материал и введен интратестикулярно 3 белым кроликам. Начиная с 3-его дня после заражения за животными вели клинический контроль, учитывая состояние животного, а также микроскопический контроль за появлением и нарастанием паразитемии, исследуя интратестикулярную жидкость.

Перезаражение осуществлятся с помощью шприца. Эмульсию из зараженных органов, содержащую взвесь трипаносом, осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5% раствором хлорамина или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него - пузырьки воздуха. Загрязненную вату бросают в банку с дезинфицирующим раствором.

Далее проводили интратестикулярное заражение другого кролика. При этом захватывали I и II пальцами семенник и вводили иглу почти под прямым углом в глубь тестикула. Объем жидкости, допустимый для введения, составлял для кроликов 15 мл в каждый семенник (рисунки 15, 16, 17).

В результате был выделен и поддерживается патогенный штамм Trypanosoma equiperdum. Полученный штамм поддерживали на белых крысах и морских свинках с перезаражением 2 раза в месяц.

Рисунок 15. Кролик после интратестикулярного заражения

Рисунок 16. Паралич лицевого нерва у зараженного кролика

Рисунок 17. Тестикулы у зараженного кролика

Изучение морфо-биологических свойств выделенных трипаносом, динамики их накопления и отработка технологии получения трипаносомной массы

Из полученного экссудата делали по 2 тонких мазка и высушивали на воздухе.

Мазки соскобов и экссудата фиксировали этиловым ректификованным спиртом массовой долей 96 % в течение 20-25 мин, окрашивали по Романовскому 30-50 мин (краску Гимза используют в разведеиии 1:20), промывали дистиллированной или водопроводной водой рН 7,0-7,2 до исчезновения следов краски на фильтровальной бумаге, высушивали и исследовали под иммерсионной системой микроскопа.

При микроскопии возбудитель су-ауру имеет веретенообразную форму, заостренную с переднего и слегка округленную с заднего конца. Цитоплазма трипаносом окрашивается в синевато-фиолетовый цвет, ядро - в красный, кинетопласт и жгутик - в розовый (рисунок 18).

Рисунок 18. Трипаносомы в поле зрения микроскопа

Материалом для получения трипаносомного антигена служил тестикулярный экссудат кроликов, зараженных выделенным штаммом трипаносом. Полученный штамм поддерживали на белых крысах, морских свинках и белых мышах с перезаражением 2 раза в месяц. Вначале 3 – 4 крысам вводили подкожно по 0,5 мл экссудата с трипаносомами. Вели ежедневный микроскопический контроль за паразитемией. После появления в периферической крови большого количества трипаносом (до 90 и более в одном поле зрения микроскопа), что обычно наблюдалось на 3 - 4 сутки после заражения, их обескровливали (рисунок 19).

Рисунок 19. Внутрибрюшинное заражение белых мышей

Собак заражали внутрибрюшинно в среднюю треть живота вблизи белой линии живота, вводя 40 – 50 мл цитратной крови (сборной крови от 4 – 5 крыс), в зависимости от размеров собаки.

На 2 - 3 день заражения у собак в периферической крови появляются трипаносомы, количество которых периодически нарастает или уменьшается. Собак обескровливали в момент первого накопления трипаносом, когда при микроскопическом исследовании крови их было не менее 80 в поле зрения микроскопа. Обескровливание проводили путем взятия крови из сонной артерии. При этом всю вытекающую струей кровь собирали в широкий сосуд с 2 %-ным цитратом натрия на физиологическом растворе при постоянном помешивании стеклянной палочкой, из расчета 1 часть крови и 2 части раствора.

Полученную после обескровливания собак цитратную кровь фильтровали через двойной марлевый фильтр в стерильные банки, которые затем помещали в холодильник при температуре +4°С на 24 часа. Отстоявшийся цитрат и плазму отсасывали шприцом в отдельную банку, а осадок тщательно размешивали и подвергали центрифугированию. Центрифугирование производили в предварительно прокипяченных стаканчиках емкостью 80 – 100 мл в течение 15 – 20 минут при 3000 об/мин. В результате центрифугирования в стаканчике образуется три слоя: верхний – прозрачный, желтоватый, состоящий из плазмы и цитрата; нижний – форменные элементы крови, а на границе между ними – средний, в виде толстой рыхлой массы белого цвета, состоящий из трипаносом (рисунок 20).

Рисунок 20. Три слоя цитратной крови (верхний – сыворотка, средний – трипаносомы, нижний - форменные элементы крови)

Верхний слой сливали в банку, а трипаносомозную массу вынимали при помощи стеклянной палочки или шпателя и переносили в отдельную стерильную посуду. Всю собранную трипаносомную массу отмывали трехкратно в физиологическом растворе по 10 минут при 5000 об/мин.

Таким образом была отработана технология получения получения трипаносомной массы (рисунок 20), пути отделения трипаносом из биологического материала для последующего приготовления трипаносомного антигена.

Рисунок 21. Трипаносомная масса

Исследования по разработке технологических параметров получения антигенов из паразитарной массы трипаносом (из штамма Тrypanosoma equiperdum).

Материалом для получения трипаносомного антигена служил тестикулярный экссудат кроликов, зараженных возбудителем «Случной болезни» - Trypanosoma equiperdum (рисунок 22, 23). Для его выделения проводили несколько пассажей на кроликах (таблица 3).

Рисунок 22. Кролик, зараженный трипаносомозом

Рисунок 23. Тестикул зараженного кролика

Таблица 3 – Получение вирулентного штамма возбудителя T. еquiperdum

Вид лаб.жив.

№ пассажа

Дни исследования (паразитарная реакция) кол-во паразитов/ кол-во п.з. микроскопа

Дни гибели

2

3

5

7

9

12

16

20

23

26

28

30

 

кролик №1

I пас-саж

-

-

-

-

-

-

5/

100

11/1

5/1

11/1

19/1

21/1

30

кролик №2

II пас-саж

-

-

-

1/

100

1/

100

5/1

3/

100

7/1

10/1

5/1

20/1

 

28

кролик №3

III пас-саж

-

-

-

-

2/

100

5/

100

9/1

19/1

10/

100

23/1

   

26

кролик №4

IV пас-саж

-

-

-

2/

100

5/

100

15/1

3/

100

8/1

25/1

     

23

кролик №5

V пас-саж

-

-

2/

100

5/

100

5/

100

5/

100

5/

100

5/

100

       

20

кролик №6

VI пас-саж

-

3/

100

5/

100

4/1

10/1

15/1

           

12

кролик №7

VII пас-саж

-

-

2/

100

3/

100

               

7

Далее полученный штамм поддерживали на белых крысах и морских свинках с перезаражением 2 раза в месяц (рисунок 24).

Рисунок 24. Заражение крысы трипаносомозом

Затем заражали собак путем внутрибрюшинного введения в среднюю треть живота вблизи белой линии живота, вводя 40 – 50 см3 инвазированный трипаносомами материал (сборный материал от 4 – 5 крыс), в зависимости от массы собаки.

Собак обескровливали в момент первого накопления трипаносом, кровь собирали в широкий сосуд с 2 %-ным цитратом натрия на физиологическом растворе при постоянном помешивании стеклянной палочкой, из расчета 1 часть крови и 2 части раствора (рисунок 25, 26).

Рисунок 25 – Обескровливание собаки

Рисунок 26. Взятая кровь

Центрифугирование производили в предварительно прокипяченных стаканчиках емкостью 80 – 100 мл в течение 15 – 20 минут при 3000 об/мин. В результате центрифугирования в стаканчике образуется три слоя: верхний – прозрачный, желтоватый, состоящий из плазмы и цитрата; нижний – форменные элементы крови, а на границе между ними – средний, в виде толстой рыхлой массы белого цвета, состоящий из трипаносом.

Верхний слой сливали в банку, а трипаносомозную массу вынимали при помощи стеклянной палочки или шпателя и переносили в отдельную стерильную посуду. Всю собранную трипаносомную массу отмывали трехкратно в физиологическом растворе по 10 минут при 5000 об/мин (рисунок 27, 28).

Рисунок 27. Трипаносомная масса

Рисунок 28. Трипаносомы в поле зрения микроскопа

Проведение иммунохимической и иммунофизической очистки полученных из паразитарной массы антигенов.

Для проведение иммунохимической и иммунофизической очистки антигена, полученную трипаносомную массу промывали физиологическим раствором с центрифугированием в течении 10 минут.

Отмытую трипаносомную массу измеряли мерным цилиндром и заливали 0,5% раствором фенола на физиологическом растворе из расчета на 1 мл трипаносомной массы 9 мл раствора и разливали во флаконы. Каждая отмытая партия трипаносом, залитая 0,5%-ным раствором фенола во флаконы, представляет собой взвесь трипаносом (рисунок 29).

Рисунок 29. Ультразвуковая обработка

Для получения серии антигена брали несколько взвесей и сливали в прочный, толстостенный флакон емкостью 2000см3 с широким дном (флакон предварительно до 1/6 объема заполняют стеклянными или фарфоровыми бусами). Флакон со взвесью трипаносом помещали в шуттель аппарат и подвергали шуттелированию в течение 48-52 часов; шуттелирование можно проводить непрерывно и с перерывом (только в рабочее время).

Получение антигена-экстракта из паразитарной массы путем дезинтегральной дифференциации с последующим изоионным фракционированием.

Для дифференциальной дезинтеграции паразитарной массы у трипаносом использовали диспергатор низкой частоты УЗДН-2М или промышленный ультразвуковой генератор УЗГ-2-10М С (рисунок 30, 31).

Рисунок 30. Установка материала в центрифугу

Рисунок 31. Центрифугирование материала

Из паразитарной массы готовили суспензию на физиологическом растворе с концентрацией 10 млрд. паразитарных клеток в 1мл. по оптическому стандарту мутности и доводят рН до 7,0-7,2 0,1Н раствором едкого натрия.

Полученную суспензию культур подвергали воздействию ультразвука в следующих режимах: частота-22 Кгц. мощность -100 ватт/см2 время воздействия- 15 мин. температура среды, окружающей сосуд с суспензией культур —14-16°

По окончании обработки ультразвуком разрушенная паразитарная масса центрифугирлвали в течение 15-30 минут при 12-14 тыс. об/мин. По окончании центрифугирования надосадочная жидкость – представляющая собой протоплазму паразита - сливали в стерильные флаконы и хранили в холодильнике при 2-4°С для последующего фракционирования

Осадок представляющий оболочки паразитарных клеток ресуспензировали в дистиллированной воде и подвергали воздействию ультразвука при тех же режимах, только в течение 30 минут.

Обработанные ультразвуком оболочки подвергали центрифугированию при 12-14 тыс. об/мин для осаждения нерастворенных частиц клеток.

Из жидкостей, состоящих из протоплазмы и оболочек паразита, путем изионного фракционирования выделяют антигенактивные фракции.

В результате проведенных исследований было получено два вида специфичного трипаносомного антигена с рабочим титром в РСК 1:30-1:40.

Далее антиген подвергали лиофильному высушиванию и упаковке (рисунок 32, 33).

Рисунок 32. Постановка РСК

Рисунок 33. Лиофильное высушивание и упаковка антигена

3.2.7 Отработка схемы гипериммунизации продуцентовпри получении гипериммунной трипаносомной позитивной сыворотки.

В качестве продуцентов отбирают здоровых, имеющих среднюю упитанность ослов или лошадей, в возрасте от 3-х до 5 лет и весом не ниже 100 (осел)- 250 (лошадь) кг.

Животных предварительно выдерживают в карантине и исследуют на инфекционные заболевания согласно действующим «Основным ветеринарным правилам при заготовке животных в биологической промышленности». Здоровых животных переводят из карантина для эксплуатации.

На каждое поступившее животное-продуцента заводят индивидуальную карточку, в которой фиксируют состояние здоровья, возраст, результаты исследования на инфекционные заболевания, профилактические прививки и порядок эксплуатации (рисунок 34).

Рисунок 34. Осел-продуцент

Содержание продуцентов и уход за ними

В процессе эксплуатации продуцентов подвергают исследованиям на инфекционные заболевания и клиническому осмотру. Результаты исследования фиксируют в соответствующих книгах и индивидуальных карточках.

За продуцентами ведут повседневное наблюдение, уделяя особое внимание их физиологическому состоянию, а также содержанию, строго соблюдая при этом индивидуальный подход к продуцентам как при инъекции антигена, так и при взятии крови.

Помещения и уход за животными должны отвечать ветеринарно-санитарным требованиям. Продуцентов необходимо ежедневно выпускать для моциона на выгульные площадки. Кормление животных производят в соответствии с утвержденными нормами.

Гипреиммунизация животных-продуцентов

Гипериммунизацию лошадей проводят путем подкожных инъекции антигена по следующей схеме, приведенной в таблице 4:

Таблица 4

Схема гипериммунизации продуцентов

Дата

Объем в см³

Методы введения

1

2

3

01.07

3

Подкожно

05.07

5

Подкожно

30.07

5

Подкожно

03.08

5

Подкожно

07.08

5

Подкожно

15.08

7

Подкожно

18.08

7

Подкожно

28.08

Крововзятие

В процессе эксплуатации от каждого продуцента берется проба крови для определения титра сыворотки.

Очередное введение антигена в последней рабочей дозе 5-7 см³ производят на 3-5 день после крововзятия. При наличии установленного инструкцией титра сыворотки очередное введение антигена не производят.

При получении титра, установленного инструкцией (РСК - 1:20), крововзятие проводят на 10-е сутки после последней инъекции антигена.

Животных, сыворотка которых не обладает выраженным комплементсвязывающим действием, выбраковывают.

Получение сыворотки

Перед каждым крововзятием у животных измеряют температуру тела и производят их взвешивание. Кровь берут только при условии нормальной температуры тела продуцентов из расчета 16 см³, крови на 1 кг живого веса. За 12-14 часов до крововзятия животных ставят на голодную диету с неограниченным водопоем.

Кровь берут из яремной вены в области верхней трети шеи, соблюдая при этом все меры асептики и антисептики. Предварительно простерилизованную иглу вводят одним уколом в вену. Кровь от каждого животного собирают в отдельную стерильную бутыль.

После крововзятия бутыль с кровью ставят в термостат на 1-2 часа при температуре 37°С, потом при комнатной температуре на 3-4 часа (для отделения сыворотки), затем помещают в наклонном положении в холодильник при температуре 2-8°С.

На 3-й сутки, производят 1-й слив сыворотки, на 4-5-второй. Сыворотку от каждой лошади отдельно консервируют допустимым консервантом и ставят на 10 дней при температуре 2- 8°С, для отстоя. Затем берут пробу сыворотки из каждой бутыли и подвергают проверке на стерильность путем высевов на МПА, МПБ, МППБ под вазелиновым маслом и среду Сабуро и на активность в РСК.

Через 10 суток при условии стерильности и получении положительных результатов в РСК сыворотку декантируют и смешивают для составления серии.

Под серией позитивной сыворотки следует понимать количество препарата, смешанное в одной емкости, подвергнутое дальнейшей обработке в одних производственных условиях, расфасованное в ампулы или флаконы, получившее свой номер, номер госконтроля и оформленное одним документом о качестве.

После смешивания сыворотку выдерживают 8-10 дней в холодильнике, а затем проверяют на стерильность. Сыворотка должна быть стерильной и не должна обладать антикомплементарными свойствами.

После проверки сыворотку расфасовывают в ампулы или флаконы по 2 см3, ампулы запаивают, а флаконы укупоривают пробками с алюминиевыми колпачками и этикетируют.

Перед каждым крововзятием у животных измеряют температуру тела и производят их взвешивания. Кровь берут только при условии нормальной температуры тела продуцентов из расчета 16 см3, крови на 1 кг живого веса. За 12-14 часов до крововзятия животных ставят на голодную диету с неограниченным водопоем.

Кровь берут из яремной вены в области верхней трети шеи, соблюдая при этом все меры асептики и антисептики. Предварительно простерилизованную иглу вводят одним уколом в вену. Кровь от каждого животного собирают в отдельную стерильную бутыль.

После крововзятия бутыль с кровью ставят в термостат на 1-2 часа при температуре 37°С (при комнатной температуре на 3-4 часа) для отделения сыворотки, затем помещают в наклонном положении в холодильник при температуре 2-8°С.

На 3-й сутки, производят 1-й слив сыворотки, на 4-5-второй. Сыворотку от от каждой лошади отдельно допустимым консервантом и ставят на 10 дней при температуре 2-8°С, для отстоя. Затем берут пробу сыворотки из каждой бутыли и подвергают проверке на стерильность путем высевов на МПА, МПБ, МППБ под вазелиновым маслом и среду Сабуро.

Через 10 суток при условии стерильности сыворотку декантируют и смешивают для составления серии. Под серией негативной сыворотки следует понимать количество препарата, смешанное в одной емкости, подвергнутое дальнейшей обработке в одних производственных условиях, расфасованное в ампулы или флаконы, получившее свой номер, номер госконтроля и оформленное одним документом о качестве.

После смешивания сыворотку выдерживают 8-10 дней в холодильнике, а затем проверяют на стерильность. Сыворотка должна быть стерильной и не должна обладать антикомплементарными свойствами.

После проверки сыворотку расфасовывают в ампулы или флаконы по 2 см3, ампулы запаивают, а флаконы укупоривают пробками с алюминиевыми колпачками и этикетируют.

Получение трипаносомной позитивной сыворотки, изучение активности и специфичности

Перед каждым крововзятием у животных измеряли температуру тела и производили их взвешивание. Кровь брали только при условии нормальной температуры тела продуцентов из расчета 16 см³, крови на 1 кг живого веса. За 12-14 часов до крововзятия животных ставили на голодную диету с неограниченным водопоем.

Кровь брали из яремной вены в области верхней трети шеи, соблюдая при этом все меры асептики и антисептики. Предварительно простерилизованную иглу вводили одним уколом в вену. Кровь от каждого животного собирали в отдельную стерильную бутыль.

После крововзятия бутыль с кровью ставили в термостат на 1-2 часа при температуре 37°С, потом при комнатной температуре на 3-4 часа (для отделения сыворотки), затем помещали в наклонном положении в холодильник при температуре 2-8°С.

На 3-й сутки проводили 1-й слив сыворотки, на 4-5 – второй. Сыворотку от каждой лошади отдельно консервировали допустимым консервантом и ставили на 10 дней при температуре 2- 8°С для отстоя. Затем брали пробу сыворотки из каждой бутыли и подвергали проверке на стерильность путем высевов на МПА, МПБ, МППБ под вазелиновым маслом и среду Сабуро, а также на активность в РСК.

Через 10 суток при условии стерильности и получении положительных результатов в РСК сыворотку декантировали и смешивали для составления серии.

После смешивания сыворотку выдерживали 8-10 дней в холодильнике, а затем проверяли на стерильность. Сыворотка должна быть стерильной и не должна обладать антикомплементарными свойствами.

После проверки сыворотку расфасовывали в ампулы или флаконы по 2 см3, ампулы запаивают, а флаконы укупоривают пробками с алюминиевыми колпачками и этикетируют.

Всего было получено 6 серий сыворотки с титром рабочим титром не менее 1:10 (рисунок 35).

Рисунок 35. Полученная гипериммунная сыворотка.

Таблица 5

Результаты РСК с трипаносомным антигеном при трипаносомозе лошадей

№№

Сыворотка крови

Серии антигенов и титр антител

№1

№2

№3

№4

№5

№ 6

1

Положительная

1:20

1:40

1:40

1:20

1:60

1:40

2

Отрицательная

-

-

-

-

-

 

Экономический ущерб и экономическая эффективность ветеринарных мероприятий при случной болезни лошадей

Профилактика случной болезни лошадей складывается из исследования сывороток крови лошадей и проведения лечения.

За время прохождения практики мною было проведено исследование сыворотки крови 436 голов лошадей, при этом было выявлено 13 больных лошадей, 3 были вынужденно забиты.

  1. Экономический ущерб от вынужденного убоя

У1 = (Ц * Му * Жв) – Вф

где

Ц – цена 1 кг живой массы;

Му – число вынужденно убитых животных;

Жв – средняя живая масса 1 головы;

Вф – фактическая выручка при продаже мяса вынужденно убитых животных, по материалам бухгалтерии (50000);

У1 = (1000 * 3 * 350) – 150000 = 900000

Общий экономический ущерб = 900000

2 Коэффициент заболеваемости животных

Кз=Б/м, где

Б – число пораженных лошадей;

М – число обследованных лошадей;

Кз = 3/13 = 0,23

3 Коэффициент ущерба на одно заболевшее животное

Ку = Уобщ/Б, где

Уобщ – экономический ущерб;

Б – число пораженных туш;

Ку = 900000/13 = 69230

4. Ветеринарные затраты.

Наименование препарата

Единица измерения

Цена

Количество

Сумма (тг)

Азидин

флакон

500

200

1000

Итого

1000

Затраты на заработную плату:

Должность

Оклад (тг)

За 2 дня (тг)

1.Ветврач

150000

6000

2.Вет санитар

75000

3000

3.Вет техник

750001

3000

Итого:

300000

12000

Всего ветеринарных затрат 13000 тенге

5.Предотвращенный ущерб:

Пу = Мо * Кз * Ку - Уо, где

М0 – количество восприимчивых животных;

Кз - коэффициент заболеваемости;

Ку – Коэффициент ущерба;

У0 – Общий ущерб;

Пу = 436 * 0,23*69230 - 900000 = 6042384

7.Экономический эффект:

Эфу – Зв, где

Пу – предотвращённый ущерб

Зв - ветеринарные затраты

Эф= 6042384 - 13000 = 6029384 тг

8.Экономическая эффективность ветеринарных мероприятий на 1тг затрат:

Эт ф/ Зв, где

Эф – экономический эффект

Зв - ветеринарные затраты

Эт= 6029384 /13000= 463тг

Экономический эффект составил 6029384 тг.

Экономическая эффективность ветеринарных мероприятий на 1 тг. затрат составляет 463 тг.

ВЫВОДЫ

1 Установлено, что зараженность лошадей трипаносомозом (случной болезнью) в Алматинской области колеблется от 0 до 9,37 %.

2 Выяснено, что лечение лошадей азидином позволяет предотвратить их вынужденный убой.

3 Изучена технология получения получения трипаносомной массы, пути отделения трипаносом из биологического материала для последующего приготовления трипаносомного антигена.

4 Изучена схема гипериммунизации продуцентов для получения гипериммунной трипаносомозной позитивной сыворотки и получено 6 серий трипаносомозной позитивной сыворотки.

ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ
  1. При лечение случной болезни мы рекомендуем применять азидин.

  2. Для диагностики случной болезни мы рекомендуем применять отечественный антиген и позитивную сыворотку.

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Doflein F. Die protozoen als parasiten und Kzakheit Serreger. Jena, 1901 ( Cited by Hoare, 1972)

2 Якимов В.Л. Болезни домашних животных вызываемые простейшими. - Л.: Сельхозизд, 1931. - 814 с.

3 Evans G. On a horse disease in Indian, known as " Surra" probably due to a Haemolozoon Veterinary Journal, 13, 1, 82, 180, 32/6, 14, 181, Cited by Hoare, 1972 1881-1882

4 Bruce D. Preliminary report on the fly desease or nagana in Zululand, Umbobo, December, 1895.

5 Dutton J.K. Preliminary note upon a trypanosome occurring in the blood of man. Jhonison Yate, Lab, Rept., 1902, p. 55.

6 Калугин В.И. К 180 - летию открытия Московского ветеринарного училища //Ветеринария. - 1989, №10. - С.65 - 66.

7 Khalili K.H. An inves tigation of dourine and isolation of Trypanosoma equiperdum in Iran //Arch. Inst. Razi. - 1973. - V.25. - P.69 - 72.

8 Белицер А.В. К вопросу об обнаружении трипаносом случной болезни у больных лошадей в России //Архив вет. наук. - 1913. - Т.4. - С.96 - 97.

9 Якимов B.Л. Идентификация трипанозом (случной болезни) русского и алжирского происхождения //Вестник общ. вет - ии. - 1914, №23. - С.19 - 23.

10 Авессаломов И.С. Случная болезнь однокопытных в СССР: автореф. докт. вет. наук. - Фрунзе, 1951. - 19 с.

11 Белицер А.В., Марков А.А. Патогенность естественного вируса случной болезни лошадей в СССР //Тропич. медицина и вет - ия. - 1930, №8/7. - С.37 - 40.

12 Полканов Н.Н., Агаджанов И.А. Опыт культивирования Tryp. Equiperdum в тестикулах кроликов //Ветеринария. - М., 1941, №2. - С.36 - 40.

13 Баздырев К.П. Получения местных штаммов трипаносом от лошадей больных случной болезнью //Тр. Ставр. кр. научно - исслед. вет. стан. - 1956. - Т.3. - С.273 - 384.

14 Коломиец Ю.С, Алексеенко Ф.М. Выделение украинского штамма T. еquiреrdum //Тр. Укр. науч. исс. ин - та экспер. вет - ии. - 1950. - Т.17. - С.162.

15 Сабаншиев М.C. Диагностика су - ауру методом флуоресцирующих антител и некоторые биологические особенности возбудителя: автореф. ...канд. вет. наук. - M., 1973. - 21 с.

16 Hoare C.A. Morphological and taxonomic studies on mammalian trypanosomes. X. Revision of systematic J. Protozool, 1964,11, p.200

17 Казанский И.И. Диагностика, терапия и профилактика случной болезни //Ветеринария. - М., 1947, №6. - С.4 - 8.

18 Ocholi R.A., Ezeugwu R.U., Hawathe D.R. Mixed outbreak of trypanosomiases and babesiosis in pigs in Nigeria //Trop. Anim. 2 Health and Prod. - 1988. - V.20. - 3. - P.140 - 145.

19 Меньшиков В.Г., Сеид Махамед Ахмед. Морфофункциональные отношения паразита - хозяина при трипаносомозе животных //Ветеринария. - М., 1990, №11. - С.28 - 31.

20 Isoun T.T., Anosa V.O. Lesions in the reproductive organs of sheer and goats experimentally infected with trypanosoma vivax //Tropenmed. und Parasitol. - 1974. - V.25. - 4. - P.469.

21 Zlewlyn G.A., Munro C.D., Luckine A.C. The effects of Tryparnosoma congolense infection on the oestrous cycl of the boran cow //Brit. veter. J. - 1988. - V. 144, N.4. - P.379 - 387.

23 Аманжулов С.А. Получение приплода у лошадей, излеченных от случной болезни наганином //Ветеринария. - М., 1945, №11 - 12. - С.27 - 30.

24 Полканов Н.Н., Агаджанов И.А. К итогам работ по ликвидации случной болезни лошадей в некоторых хозяйствах //Советская ветеринария. - М., 1940, №2 - 3. - C.51 - 53.

25 Виноградов А.А. Трипаносомоз верблюдов в Новоузенском уезде Саратовской губернии //Вестн. совет. вет - ии. - 1928, №6. - С.178 - 179.

26 Колабский Н.А., Тарвердян Т.Н. Лечебно - профилактическое действие наганина, беренила и пиральдина при су - ауру животных //VII Всесоюз. конф. по природной очаговости болезней и общ. вопросам паразитологии. - Ташкент, 1969. - С.114 - 115.

27 Полканов Н.Н., Агаджанов И.А. К итогам работ по ликвидации случной болезни лошадей в некоторых хозяйствах //Советская ветеринария. - М., 1940, №2 - 3. - C.51 - 53.

28 Марков А.А., Казанский И.И. Диагностика случной болезни лошадей //Tp. Всесоюз. ин - та экспер. ветер - ии. - 1932. - Т.8. - С.56 - 71.

29 Казанский И.И. Нервные явления при су-ауру лошадей / Казанский И.И. //Коневодство.- 1934.-№5.-С 19-31

30 Абрамов, И.В. Сравнительное изучение вирусов су-ауру верблюдов и лошадей/Абрамов И.В. //Тр. ВИЭВ.- 1940.- т.15.- 130с.

31 Bennett S.C. And Kenny P.A. Mercuric chloride as a diagnostic agent for trypanosomiasis in camels. J. Comp. Peth. Cher, 1928, N41, p.341-353

32 Марков, A.A. Диагностика случной болезни лошадей / Марков A.A., Казанский И.И. // Труды ВИЭВ.- 1932.- т VIII.- С.56-71

33 Арбузов, П.Н. Применение РСК при су-ауру верблюдов /Арбузов П.Н. И Тр. Казахского НИВИ.- 1940.- т.Ш. 84с.

34 Ray H.N. and Malhotra M.N. Nature, London, 1960, 188:870

35 Лаврентьев, П.А. Опыт борьбы с трипаносомозом лошадей ( су-ауру) в Каракалпакской АССР / Лаврентьев П.А. // Тр.ВИЭВ.- 1957.- т 21.- С. 329-339

36 Рафалович Е.М., Ульрих Н.В. Изготовление и испытание эритроцитарного трипаносомного диагностикума в РНГА //Тр. Уз. науч. иссл. ветер. ин - та. - 1984. - Т.36. - С.57 - 60.

37 Gill B.J. Inderect haemagglutination test using formolised cells for detecting Trypanosoma evansi antibody in experimental sera //An. Trop. Med. and Parasitol. - 1966. - V.60. - 3. - P.319.

38 Шабдарбаева Г.С. Иммунобиологические аспекты конструирования диагностикумов на основе антиидиотипии для выявления кровепаразитозов животных//Дисс. доктора биол., Алматы, 2008, 312 с.

39 Шабдарбаева Г.С. Кровепаразитарные болезни животных (эпизоотология, диагностика)// Монография. Алматы, «S-Принт», 2012, 272 с.

40 Шабдарбаева Г.С., Ахметова Г.Д. Антиидиотипические антитела к трипаносомам. // ж. «Вестник КазНУ им. Аль-Фараби». Серия биологическая, 2005. № 3. С. 62 – 68.

41 Шабдарбаева Г.С. Адаптация антиидиотипических антител для серологической диагностики трипаносомозов//Материалы Международной научно-практической конференции, посвященной 50-летию Казахского государственного агротехнического университета им.С. Сейфуллина. Астана, 2007. С. 122 – 123.

42 Ахметсадыков Н.Н., Шабдарбаева Г.С. Разработка технологии и организация производства иммуноферментных тест-систем для диагностики трипаносомозов лошадей и пироплазмидозов животных.//Материалы 1-ой международной конференции «Астана биотех», 12-13 декабря 2008. Астана, 2008. С. 34.

43 Шабдарбаева Г.С., Кожаев А.Н. Стабилизация и хранение антиидиотипического трипаносомного антигена.//Материалы международной научно-практической конференции на тему: «Перспективные пути развития аграрного образования и науки в совете Обращений и выступлений Президента КР Бакиева К.С. по совершенствованию и модернизации образования и науки в КР», посвященной 75-летнему юбилею Кыргызского аграрного университета им.К.И.Скрябина, Бишкек, 2008. С. 211-213.

44 Ахметсадыков Н.Н., Шабдарбаева Г.С. Разработка технологии и организация производства иммуноферментных тест-систем для диагностики трипаносомозов лошадей и пироплазмидозов животных.//Материалы 1-ой международной конференции «Астана биотех», Астана, 2008. С. 34.

45 Шабдарбаева Г.С. Случная болезнь однокопытных//ж. Ветеринария, №4 (26)/2012, Алматы, 2012. С. 73-76.

46 Шабдарбаева Г.С., Ахметова Г.Д., Кожаков К. Приготовление корпускулярного антигена из крови однокопытных, зараженных трипаносомозом (Trypanosoma evansi)// ж. «Вестник Кыргызского национального аграрного университета им. К.И.Скрябина» №1 (28). 2013. Материалы Международной научно-практической конференции «Качество высшего аграрного образования – путь в международное научно-образовательное пространство», посвященной 80-летию Кыргызского национального аграрного университета им. К.И.Скрябина, май 2013 г., г.Бишкек, 2013. С. 399-401.

47 Шабдарбаева Г.С., Балғымбаева А.И., Ибажанова А.С. Тәжірибе жүзінде Trypanosoma evansi және Trypanosoma eguiperdum штамдарымен жұқтырылған зертханалақ жануарлардың ішкі мүшелерінде болатын негізгі макрскопиялық өзгерістер//«News of Modern Science» халықаралық ғылыми-практикалық конференция материалдары бойынша ғылыми мақалалар жинағы, Алматы, 2014. Б. 243-245.

48 Shabdarbaeva G., Nurgazina А. Kozhakov K., Akhmetsadykov N., Akhmetzhanova M., Аkhmetova G., Husainov D. Extraction of anti-idiotypic antibodies at Trypanosomosis of animals//j. International Scientific Publications. ISSN 1314-8591. Agruculture and Food, Volume 2, 2014. P. 403-410.

49 Шабдарбаева Г.С., Ахметова Г.Д., Кожаков К., Хусаинов Д.М., Нургазина А.С., Абеуов Х.Б., Усмангалиева С.С. Изучение эпизоотической ситуации по случной болезни лошадей в Алматинской области//ж. Известия НАН РК, Серия аграрных наук, №3, 2014 г., Алматы. С.61-66.

50 Shabdarbayeva G., Akhmetsadykov N., Akhmetova G., Kozhakov K., Khusainov D., Akhmetzhanova M., Nurgazina A. Accumulation of parasitic mass of trypanosomes//Proceedings of scientific contributions and abstracts «Infectious and parasitic diseases of animals 5th International Scientific Conference», 4 – 5 september 2014, Koshyca, Slovak Republic. Р. 387-389.

51 Baker N., Osebold V., Christensen I. Observation on the pathogenesia of Anaplasma marginale in splanectomieed cattle //Paper presented at the 4 th Hat. Res. Conf. on Anaplasmosis. - 1959. Р.402.